Histon-Oktamer

In der Molekularbiologie ist ein Histon-Oktamer der Acht-Protein- Komplex im Zentrum eines Nukleosomenkernpartikels . Er besteht aus je zwei Kopien der vier Kernhistonproteine ​​( H2A , H2B , H3 und H4 ) . Das Oktamer bildet sich, wenn ein Tetramer , bestehend aus je zwei Kopien von H3 und H4, mit zwei H2A/H2B-Dimeren komplexiert. Jedes Histon besitzt sowohl einen N-terminalen Schwanz als auch eine C-terminale Histonfaltung. Jede dieser Schlüsselkomponenten interagiert auf ihre Weise mit der DNA durch eine Reihe schwacher Wechselwirkungen, darunter Wasserstoffbrücken und Salzbrücken . Diese Wechselwirkungen halten die DNA und das Histon-Oktamer locker assoziiert und ermöglichen letztendlich deren Neupositionierung oder vollständige Trennung.

Posttranslationale Modifikationen von Histonen wurden erstmals 1964 identifiziert und als potenziell regulierend für die RNA -Synthese beschrieben. ^{[ 1 ]} Seitdem hat sich die Chromatin- Theorie über mehrere Jahrzehnte weiterentwickelt. Chromatin-Untereinheitenmodelle sowie das Konzept des Nukleosoms wurden 1973 bzw. 1974 etabliert. ^{[ 2 ]} Richmond und seine Arbeitsgruppe konnten 1984 die Kristallstruktur des Histon-Oktamers mit umhüllter DNA mit einer Auflösung von 7 Å aufklären. ^{[ 3 ]} Sieben Jahre später wurde die Struktur des oktameren Kernkomplexes erneut untersucht und bei hoher Salzkonzentration eine Auflösung von 3,1 Å für seinen Kristall ermittelt. Obwohl die Sequenzähnlichkeit zwischen den Kernhistonen gering ist, besitzen alle vier ein sich wiederholendes Element, bestehend aus einer Helix-Schleife-Helix-Struktur, das sogenannte Histon-Faltmotiv . ^{[ 4 ]} Darüber hinaus wurden die Details der Protein-Protein- und Protein-DNA-Wechselwirkungen in den 2000er Jahren durch Röntgenkristallographie- Studien bei 2,8 bzw. 1,9 Å genauer untersucht . ^{[ 5 ]}

Core histones are four proteins called H2A, H2B, H3 and H4 and they are all found in equal parts in the cell. All four of the core histone amino acid sequences contain between 20 and 24% of lysine and arginine and the size or the protein ranges between 11400 and 15400 daltons, making them relatively small, yet highly positively charged proteins.^[6] High content of positively charged amino acids allow them to closely associate with negatively charged DNA. Heterodimers, or histone-only intermediates are formed from histone-fold domains. The formation of histone only-intermediates proceeds when core histones are paired into the interlocked crescent shape quasi-symmetric heterodimer. Each histone fold domain is composed of 3 α-helix regions that are separated by disordered loops. The histone fold domain is responsible for formation of head-to-tail heterodimers of two histones: H2A-H2B and H3-H4. However, H3 and H4 histones first form a heterodimer and then in turn the heterodimer dimerizes to form a tetramer (H3-H4)₂.^[7] The heterodimer formation is based on the interaction of hydrophobic amino acid residue interactions between the two proteins.^[7]

Quasi symmetry allows the heterodimer to be superimposed on itself by a 180 degree rotation around this symmetry axis. As a result of the rotation, two ends of histones involved in DNA binding of the crescent shape H3-H4 are equivalent, yet they organize different stretches of DNA. The H2A-H2B dimer also folds similarly. The (H3-H4)₂ tetramer is wrapped with DNA around it as a first step of nucleosome formation. Then two H2A-H2B dimers are connected to the DNA-(H3-H4)₂ complex to form a nucleosome.^[8]

Each of the four core histones, in addition to their histone-fold domains, also contain flexible, unstructured extensions called histone "tails".^[9] Treatment of nucleosomes with proteasetrypsin indicates that after histone tails are removed, DNA is able to stay tightly bound to the nucleosome.^[6] Histone tails are subject to a wide array of modifications which includes phosphorylation, acetylation, and methylation of serine, lysine and arginine residues.^[6]

Das Nukleosomenkernpartikel ist die grundlegendste Form der DNA-Kompaktierung in Eukaryoten . Nukleosomen bestehen aus einem Histonoktamer, das von 146 Basenpaaren DNA umgeben ist, die superhelikal aufgewickelt sind . ^{[ 10 ]} Neben der Kompaktierung der DNA spielt das Histonoktamer eine Schlüsselrolle bei der Transkription der umgebenden DNA. Es interagiert mit der DNA sowohl über seine Histonfalten als auch über seine N-terminalen Enden. Die Histonfalten interagieren chemisch und physikalisch mit der kleinen Furche der DNA . Studien haben gezeigt, dass Histone in der kleinen Furche bevorzugt mit A : T -reichen Regionen interagieren als mit G : C -reichen Regionen. ^{[ 6 ]} Die N-terminalen Enden interagieren nicht mit einer spezifischen DNA-Region, sondern stabilisieren und führen die um das Oktamer gewickelte DNA. Die Interaktionen zwischen Histonoktamer und DNA sind jedoch nicht permanent. Die beiden können sich relativ leicht trennen, was häufig während der Replikation und Transkription geschieht . Spezifische Remodellierungsproteine ​​verändern ständig die Chromatin-Struktur, indem sie die Bindungen zwischen der DNA und dem Nukleosom aufbrechen.

Histone bestehen hauptsächlich aus positiv geladenen Aminosäureresten wie Lysin und Arginin . Aufgrund ihrer positiven Ladungen können sie sich durch elektrostatische Wechselwirkungen eng an die negativ geladene DNA anlagern. Durch die Neutralisierung der Ladungen in der DNA wird deren Packungsdichte erhöht. ^{[ 6 ]}

Die Interaktion der Histonfaltungsdomänen mit der kleinen Furche macht den Großteil der Wechselwirkungen im Nukleosom aus. ^{[ 11 ]} Während sich die DNA um das Histonoktamer windet, legt sie ihre kleine Furche an 14 verschiedenen Stellen dem Histonoktamer frei. An diesen Stellen interagieren die beiden über eine Reihe schwacher, nicht-kovalenter Bindungen. Die Hauptquelle dieser Bindungen sind Wasserstoffbrückenbindungen, sowohl direkte als auch wasservermittelte. ^{[ 10 ]} Die Histonfaltung bildet Wasserstoffbrückenbindungen sowohl mit dem Phosphodiester-Rückgrat als auch mit den A:T-reichen Basen. Bei diesen Wechselwirkungen bindet die Histonfaltung an die Sauerstoffatome bzw. an die Hydroxylseitenketten . ^{[ 11 ]} Insgesamt weisen diese Stellen etwa 40 Wasserstoffbrückenbindungen auf, die größtenteils auf Wechselwirkungen mit dem Rückgrat zurückzuführen sind. ^{[ 6 ]} Zusätzlich wird in 10 von 14 Fällen, in denen die kleine Furche der Histonfaltung zugewandt ist, eine Arginin-Seitenkette der Histonfaltung in die kleine Furche eingefügt. In den übrigen vier Fällen stammt das Arginin aus einer Schwanzregion des Histons. ^{[ 11 ]}

Wie bereits erwähnt, interagieren die Histonschwänze direkt mit der DNA des Nukleosoms. Jedes Histon im Oktamer besitzt einen N-terminalen Schwanz, der aus dem Histonkern herausragt. Die Schwänze spielen sowohl bei inter- als auch intranukleosomalen Interaktionen eine Rolle, die letztendlich den Genzugang beeinflussen. ^{[ 12 ]} Histone sind positiv geladene Moleküle, die eine stärkere Bindung an das negativ geladene DNA-Molekül ermöglichen. Eine Verringerung der positiven Ladung der Histonproteine ​​schwächt die Bindung zwischen Histon und DNA und erhöht somit die Zugänglichkeit für die Gentranskription (Expression). ^{[ 12 ]} Darüber hinaus steuern diese flexiblen Einheiten die linksgängige Wicklung der DNA um das Histonoktamer während der Nukleosomenbildung. ^{[ 6 ]} Nach der Bindung der DNA interagieren die Schwänze weiterhin mit ihr. Die der DNA am nächsten liegenden Teile des Schwanzes bilden Wasserstoffbrückenbindungen und verstärken die Bindung der DNA an das Oktamer; die von der DNA am weitesten entfernten Teile des Schwanzes wirken hingegen auf eine ganz andere Weise. Zelluläre Enzyme modifizieren die Aminosäuren in den distalen Abschnitten des Nukleotidschwanzes, um die Zugänglichkeit der DNA zu beeinflussen. Die Nukleotidschwänze spielen auch eine Rolle bei der Stabilisierung von 30-nm-Fasern. Untersuchungen haben gezeigt, dass die Entfernung bestimmter Nukleotidschwänze die korrekte Bildung von Nukleosomen und die allgemeine Bildung von Chromatinfasern verhindert. ^{[ 12 ]} Insgesamt schützen diese Assoziationen die nukleosomale DNA vor der äußeren Umgebung, verringern aber gleichzeitig ihre Zugänglichkeit für die zelluläre Replikations- und Transkriptionsmaschinerie.

Um an die nukleosomale DNA zu gelangen, müssen die Bindungen zwischen ihr und dem Histonoktamer gelöst werden. Dieser Vorgang findet periodisch in der Zelle statt, wenn spezifische Bereiche transkribiert werden, und er ereignet sich genomweit während der Replikation. Remodellierungsproteine ​​wirken auf drei verschiedene Arten: Sie können die DNA entlang der Oberfläche des Oktamers verschieben, ein Histondimer durch eine Variante ersetzen oder das Histonoktamer vollständig entfernen. Unabhängig von der Methode benötigen die Remodellierungskomplexe zur Modifizierung der Nukleosomen Energie aus der ATP-Hydrolyse , um ihre Wirkung zu entfalten.

Von den drei Techniken ist das Gleiten die gebräuchlichste und am wenigsten extreme. ^{[ 13 ]} Das Grundprinzip dieser Technik besteht darin, einen DNA-Abschnitt freizugeben, an den das Histonoktamer normalerweise fest bindet. Obwohl die Technik nicht genau definiert ist, geht die gängigste Hypothese davon aus, dass das Gleiten raupenartig erfolgt. Dabei löst die Translokase- Domäne des Nukleosomen-Remodellierungskomplexes unter Verwendung von ATP als Energiequelle einen kleinen DNA-Abschnitt vom Histonoktamer. Diese DNA-„Welle“, die spontan Wasserstoffbrückenbindungen aufbricht und neu bildet, breitet sich dann entlang der nukleosomalen DNA aus, bis sie die letzte Bindungsstelle am Histonoktamer erreicht. Sobald die Welle das Ende des Histonoktamers erreicht hat, wird der überschüssige DNA-Abschnitt, der sich zuvor am Rand befand, in den Bereich der Linker-DNA ausgedehnt . Insgesamt verschiebt ein Durchlauf dieser Methode das Histonoktamer um mehrere Basenpaare in eine bestimmte Richtung – weg von der Ausbreitungsrichtung der „Welle“. ^{[ 6 ] [ 14 ]}

Numerous reports show a link between age-related diseases, birth defects, and several types of cancer with disruption of certain histone post translational modifications. Studies have identified that N- and C-terminal tails are main targets for acetylation, methylation, ubiquitination and phosphorylation.^[15] New evidence is pointing to several modifications within the histone core. Research is turning towards deciphering the role of these histone core modifications at the histone-DNA interface in the chromatin. p300 and cAMP response element-binding protein (CBP) possess histone acetyltransferase activity. p300 and CBP are the most promiscuous histone acetyltransferase enzymes acetylating all four core histones on multiple residues.^[16] Lysine 18 and Lysine 27 on H3 were the only histone acetylation sites reduced upon CBP and p300 depletion in mouse embryonic fibroblasts.^[17] Also, CBP and p300 knockout mice have an open neural tube defect and therefore die before birth. p300−/− embryos exhibit defective development of the heart. CBP+/− mice display growth retardation, craniofacial abnormalities, hematological malignancies, which are not observed in mice with p300+/−.^[18] Mutations of both p300 have been reported in human tumors such as colorectal, gastric, breast, ovarian, lung, and pancreatic carcinomas. Also, activation or localization of two histone acetyltransferases can be oncogenic.

• Nucleosome
• Histone
• Chromatin

• HistoneDB 2.0 – Datenbank der Histone und ihrer Varianten beim NCBI