Proteomik

Die Proteomik ist die umfassende Untersuchung von Proteinen . ^{[ 1 ]} Das Proteom umfasst die Gesamtheit der von einem Organismus oder System produzierten oder modifizierten Proteine. Die Proteomik ist ein interdisziplinäres Forschungsgebiet, das die Untersuchung von Proteomen hinsichtlich ihrer Zusammensetzung, Struktur und Aktivität umfasst. Obwohl der Umfang und die Komplexität des Proteoms enorm sind, haben jüngste technologische Fortschritte die Sensitivität und den Anwendungsbereich der Proteomanalyse erheblich erweitert. ^{[ 2 ]}

Proteomik bezeichnet allgemein die groß angelegte experimentelle Analyse von Proteinen und Proteomen, bezieht sich aber häufig speziell auf die Proteinreinigung und Massenspektrometrie . Tatsächlich ist ^die Massenspektrometrie die leistungsstärkste Methode zur Analyse von Proteomen, sowohl in großen Proben mit Millionen von Zellen ^{[ 3 , 4 ] als} auch in einzelnen Zellen ^{[ 5 , 6 ] .}

Proteine ​​sind lebenswichtige Makromoleküle aller Organismen und erfüllen zahlreiche Funktionen, wie beispielsweise den Aufbau von Muskelfasern , die enzymatische Verdauung von Nahrungsmitteln oder die Synthese und Replikation von DNA . Darüber hinaus gibt es weitere Proteinarten, darunter Antikörper , die den Organismus vor Infektionen schützen , und Hormone , die wichtige Signale im Körper übermitteln.

Die Proteomik ermöglicht die Identifizierung einer stetig wachsenden Anzahl von Proteinen. Diese variiert mit der Zeit und den unterschiedlichen Anforderungen oder Belastungen, denen eine Zelle oder ein Organismus ausgesetzt ist. ^{[ 7 ]}

Die ersten Untersuchungen von Proteinen, die als Proteomik bezeichnet werden können, begannen 1974 nach der Einführung des zweidimensionalen Gels und der Kartierung der Proteine ​​des Bakteriums Escherichia coli . ^{[ 8 ]}

Proteom ist eine Wortschöpfung aus „Protein“ und „Genom“. Der Begriff wurde 1994 von dem damaligen Doktoranden Marc Wilkins an der Macquarie University geprägt , ^{[ 9 ]} die 1995 das erste spezialisierte Proteomik-Labor gründete. ^{[ 10 ] [ 11 ]}

Nach Genomik und Transkriptomik stellt die Proteomik den nächsten Schritt in der Erforschung biologischer Systeme dar. Sie ist komplexer als die Genomik, da das Genom eines Organismus weitgehend konstant ist, während sich Proteome von Zelle zu Zelle und im Laufe der Zeit unterscheiden. Unterschiedliche Gene werden in verschiedenen Zelltypen exprimiert , was bedeutet, dass selbst die grundlegenden Proteine, die in einer Zelle produziert werden, identifiziert werden müssen. ^{[ 12 ]}

In der Vergangenheit wurde dieses Phänomen mittels RNA-Analyse untersucht, wobei sich jedoch keine Korrelation mit dem Proteingehalt zeigte. ^{[ 13 ] [ 14 ]} Mittlerweile ist bekannt, dass mRNA nicht immer in Protein translatiert wird ^{[ 15 ]} und die Menge des produzierten Proteins bei gegebener mRNA-Menge vom jeweiligen Gen und dem physiologischen Zustand der Zelle abhängt. Die Proteomik bestätigt das Vorhandensein des Proteins und liefert ein direktes Maß für dessen Menge.

Nicht nur die Translation von mRNA führt zu Unterschieden, sondern viele Proteine ​​unterliegen nach der Translation auch einer Vielzahl chemischer Modifikationen. Zu den häufigsten und am besten untersuchten posttranslationalen Modifikationen zählen Phosphorylierung und Glykosylierung. Viele dieser Modifikationen sind für die Funktion des Proteins entscheidend.

Eine solche Modifikation ist die Phosphorylierung , die bei vielen Enzymen und Strukturproteinen im Rahmen der Zellsignalisierung auftritt . Die Anlagerung eines Phosphats an bestimmte Aminosäuren – meist Serin und Threonin ^{[ 16 ],} vermittelt durch Serin-Threonin- Kinasen , oder seltener Tyrosin, vermittelt durch Tyrosinkinasen – bewirkt, dass ein Protein zum Ziel für die Bindung oder Interaktion mit einer bestimmten Gruppe anderer Proteine ​​wird, die die phosphorylierte Domäne erkennen.

Da die Proteinphosphorylierung zu den am besten untersuchten Proteinmodifikationen zählt, zielen viele proteomische Studien darauf ab, die Gesamtheit der phosphorylierten Proteine ​​in einem bestimmten Zell- oder Gewebetyp unter bestimmten Bedingungen zu bestimmen. Dies gibt Wissenschaftlern Aufschluss über die in diesem Fall möglicherweise aktiven Signalwege.

Ubiquitin ist ein kleines Protein, das von Enzymen, den sogenannten E3-Ubiquitin-Ligasen , an bestimmte Proteinsubstrate gebunden werden kann . Die Bestimmung, welche Proteine ​​polyubiquitiniert werden, trägt zum Verständnis der Regulation von Proteinstoffwechselwegen bei. Dies stellt somit eine weitere legitime proteomische Untersuchung dar. Ebenso ist es hilfreich, die in einem bestimmten Zelltyp exprimierten Ligasen zu bestimmen, sobald bekannt ist, welche Substrate von welcher Ligase ubiquitiniert werden.

Neben Phosphorylierung und Ubiquitinierung können Proteine ​​unter anderem Methylierung , Acetylierung , Glykosylierung , Oxidation und Nitrosylierung unterliegen . Manche Proteine ​​durchlaufen all diese Modifikationen, oft in zeitabhängigen Kombinationen. Dies verdeutlicht die potenzielle Komplexität der Erforschung von Proteinstruktur und -funktion.

Eine Zelle kann zu verschiedenen Zeiten oder unter verschiedenen Bedingungen unterschiedliche Proteinsätze herstellen, beispielsweise während der Entwicklung , der Zelldifferenzierung , des Zellzyklus oder der Karzinogenese . Wie bereits erwähnt, erhöht die Fähigkeit der meisten Proteine, vielfältige posttranslationale Modifikationen zu durchlaufen, die Komplexität des Proteoms zusätzlich.

Daher kann eine Proteomikstudie sehr schnell komplex werden, selbst wenn der Untersuchungsgegenstand begrenzt ist. In anspruchsvolleren Fällen, beispielsweise bei der Suche nach einem Biomarker für einen spezifischen Krebs-Subtyp, kann der Proteomikforscher mehrere Blutserumproben von verschiedenen Krebspatienten untersuchen, um Störfaktoren zu minimieren und experimentelles Rauschen zu berücksichtigen. ^{[ 17 ]} Komplizierte Versuchsdesigns sind daher mitunter notwendig, um der dynamischen Komplexität des Proteoms gerecht zu werden.

Die Proteomik ermöglicht aus vielen Gründen ein anderes Verständnisniveau als die Genomik:

• Die Transkriptionsrate eines Gens erlaubt nur eine grobe Schätzung der Translationsrate in ein Protein. ^{[ 18 ]} Eine in großen Mengen produzierte mRNA kann schnell abgebaut oder ineffizient translatiert werden, was zu einer geringen Proteinmenge führt.
• Wie bereits erwähnt, erfahren viele Proteine ​​posttranslationale Modifikationen , die ihre Aktivität maßgeblich beeinflussen; beispielsweise sind manche Proteine ​​erst nach der Phosphorylierung aktiv. Methoden wie die Phosphoproteomik und die Glykoproteomik dienen der Untersuchung posttranslationaler Modifikationen.
• Viele Transkripte führen durch alternatives Spleißen oder alternative posttranslationale Modifikationen zu mehr als einem Protein.
• Viele Proteine ​​bilden Komplexe mit anderen Proteinen oder RNA-Molekülen und funktionieren nur in Gegenwart dieser anderen Moleküle.
• Die Proteinabbaurate spielt eine wichtige Rolle für den Proteingehalt. ^{[ 19 ]}

Reproduzierbarkeit . Ein wesentlicher Faktor, der die Reproduzierbarkeit in Proteomik-Experimenten beeinflusst, ist die gleichzeitige Elution von deutlich mehr Peptiden, als Massenspektrometer messen können. Dies führt zu stochastischen Unterschieden zwischen Experimenten aufgrund der datenabhängigen Erfassung tryptischer Peptide. Obwohl frühe groß angelegte Shotgun-Proteomik-Analysen erhebliche Unterschiede zwischen Laboren aufwiesen ^{[ 20 , 21 ] ,} vermutlich teilweise aufgrund technischer und experimenteller Unterschiede, konnte die Reproduzierbarkeit in neueren massenspektrometrischen Analysen, insbesondere auf Proteinebene, verbessert werden ^{[ 22 ]} . Insbesondere die gezielte Proteomik zeigt im Vergleich zu Shotgun-Methoden eine höhere Reproduzierbarkeit und Wiederholbarkeit, allerdings auf Kosten der Datendichte und Effektivität ^{[ 23 ] .}

Datenqualität . Die Proteomanalyse eignet sich hervorragend für die Automatisierung, wodurch große Datensätze entstehen, die mithilfe von Softwarealgorithmen verarbeitet werden. Filterparameter werden eingesetzt, um die Anzahl falsch-positiver Ergebnisse zu reduzieren, jedoch lassen sich diese nicht vollständig eliminieren. Wissenschaftler haben die Notwendigkeit betont, dass Proteomik-Experimente den Kriterien der analytischen Chemie (ausreichende Datenqualität, Plausibilitätsprüfung, Validierung) entsprechen sollten. ^{[ 24 ] [ 25 ] [ 26 ] [ 27 ]}

In der Proteomik existieren verschiedene Methoden zur Untersuchung von Proteinen. Proteine ​​können im Allgemeinen mittels Antikörpern (Immunoassays), elektrophoretischer Trennung oder Massenspektrometrie nachgewiesen werden . Bei der Analyse komplexer biologischer Proben ist entweder ein hochspezifischer Antikörper für die quantitative Dot-Blot-Analyse (QDB) erforderlich, oder es muss vor dem Nachweis eine biochemische Trennung durchgeführt werden, da die Probe zu viele Analyten für eine genaue Detektion und Quantifizierung enthält.

Antikörper gegen bestimmte Proteine ​​oder deren modifizierte Formen werden in der Biochemie und Zellbiologie eingesetzt . Sie gehören heute zu den gängigsten Werkzeugen der Molekularbiologie. Es gibt verschiedene spezifische Techniken und Protokolle, die Antikörper zum Nachweis von Proteinen verwenden. Der Enzymimmunoassay (ELISA) wird seit Jahrzehnten zum Nachweis und zur quantitativen Bestimmung von Proteinen in Proben eingesetzt. Der Western Blot dient dem Nachweis und der Quantifizierung einzelner Proteine. Dabei wird zunächst ein komplexes Proteingemisch mittels SDS-PAGE aufgetrennt und anschließend das Zielprotein mithilfe eines Antikörpers identifiziert. ^{[ 28 ]}

Modifizierte Proteine ​​lassen sich untersuchen, indem man einen spezifischen Antikörper gegen diese Modifikation entwickelt. Beispielsweise erkennen manche Antikörper bestimmte Proteine ​​nur, wenn diese Tyrosin- phosphoryliert sind ; diese werden als phospho-spezifische Antikörper bezeichnet. Darüber hinaus gibt es Antikörper, die spezifisch für andere Modifikationen sind. Mithilfe dieser Antikörper lässt sich die Gesamtheit der Proteine ​​bestimmen, die die gewünschte Modifikation aufweisen.

Immunassays können auch mit rekombinant hergestellten Immunglobulinderivaten oder synthetisch designten Proteingerüsten durchgeführt werden, die aufgrund ihrer hohen Antigen-Spezifität ausgewählt wurden. Zu diesen Bindemitteln gehören Einzeldomänen-Antikörperfragmente (Nanobodies) ^{[ 29 ]} , designte Ankyrin-Repeat-Proteine ​​(DARPins) ^{[ 30 ]} und Aptamere ^{[ 31 ] .}

Die Krankheitserkennung auf molekularer Ebene treibt die aufkommende Revolution in der Früherkennung und Therapie voran. Eine Herausforderung besteht darin, dass Protein-Biomarker für die Früherkennung oft nur in sehr geringen Konzentrationen vorliegen. Die Nachweisgrenze konventioneller Immunoassay-Technologien liegt im oberen Femtomolarbereich (10⁻¹³ ^M ). Digitale Immunoassay-Technologien haben die Nachweisempfindlichkeit um drei Zehnerpotenzen auf den Attomolarbereich (10⁻¹⁶ M) verbessert ^. Dieses Potenzial eröffnet neue Möglichkeiten in Diagnostik und Therapie, doch bisher sind solche Technologien auf manuelle Verfahren beschränkt, die für den effizienten Routineeinsatz ungeeignet sind. ^{[ 32 ]}

Obwohl der Nachweis von Proteinen mithilfe von Antikörpern in der Molekularbiologie nach wie vor weit verbreitet ist, wurden auch andere, antikörperfreie Methoden entwickelt. Diese bieten verschiedene Vorteile: Sie ermöglichen beispielsweise die Sequenzbestimmung von Proteinen oder Peptiden, weisen einen höheren Durchsatz als antikörperbasierte Verfahren auf und können mitunter Proteine ​​identifizieren und quantifizieren, für die kein Antikörper existiert.

Eine der frühesten Methoden zur Proteinanalyse war die Edman-Degradation (eingeführt 1967), bei der ein einzelnes Peptid mehreren chemischen Abbauschritten unterzogen wird, um seine Sequenz zu entschlüsseln. Diese frühen Methoden wurden größtenteils durch Technologien mit höherem Durchsatz abgelöst.

Neuere Methoden nutzen massenspektrometrische Verfahren, eine Entwicklung, die durch die Entdeckung von „sanften Ionisationsmethoden“ in den 1980er Jahren, wie der Matrix-unterstützten Laserdesorption/Ionisation (MALDI) und der Elektrospray-Ionisation (ESI) , ermöglicht wurde . Diese Methoden führten zu Top-Down- und Bottom-Up-Proteomik- Workflows, bei denen häufig eine zusätzliche Trennung vor der Analyse durchgeführt wird (siehe unten).

Für die Analyse komplexer biologischer Proben ist eine Reduzierung der Probenkomplexität erforderlich. Dies kann offline durch ein- oder zweidimensionale Trennung erfolgen. In jüngerer Zeit wurden Online-Methoden entwickelt, bei denen einzelne Peptide (in Bottom-up-Proteomik-Ansätzen) mittels Umkehrphasenchromatographie getrennt und anschließend direkt mittels ESI ionisiert werden ; die direkte Kopplung von Trennung und Analyse erklärt den Begriff „Online-Analyse“.

Verschiedene Hybridtechnologien nutzen die antikörperbasierte Aufreinigung einzelner Analyten und führen anschließend eine massenspektrometrische Analyse zur Identifizierung und Quantifizierung durch. Beispiele für diese Methoden sind der MSIA (massenspektrometrischer Immunoassay) , der 1995 von Randall Nelson entwickelt wurde ^{[ 33 ]} , und die SISCAPA-Methode (Stable Isotope Standard Capture with Anti-Peptide Antibodies), die 2004 von Leigh Anderson eingeführt wurde ^{[ 34 ].}

Die Fluoreszenz-zweidimensionale Differenzgel-Elektrophorese (2-D DIGE) ^{[ 35 ]} kann verwendet werden, um Variationen im 2-D DIGE-Prozess zu quantifizieren und statistisch valide Schwellenwerte für die Zuordnung quantitativer Veränderungen zwischen Proben festzulegen. ^{[ 35 ]}

Vergleichende Proteomanalysen können die Rolle von Proteinen in komplexen biologischen Systemen, einschließlich der Fortpflanzung, aufdecken. Beispielsweise führt die Behandlung mit dem Insektizid Triazophos zu einem Anstieg des Gehalts an akzessorischen Drüsenproteinen (Acps) der Männchen des Braunen Reiszikaden ( Nilaparvata lugens (Stål)). Diese Proteine ​​können bei der Paarung auf die Weibchen übertragen werden und so deren Fruchtbarkeit (Geburtenrate) erhöhen. ^{[ 36 ]} Um die Veränderungen der akzessorischen Drüsenproteine ​​(Acps) und der Fortpflanzungsproteine ​​zu identifizieren, die begattete weibliche Reiszikaden von männlichen Reiszikaden erhalten, führten Forscher eine vergleichende Proteomanalyse begatteter N. lugens- Weibchen durch. ^{[ 37 ]} Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass diese Proteine ​​am Fortpflanzungsprozess adulter Weibchen und Männchen von N. lugens beteiligt sind. ^{[ 37 ]}

Die Proteomanalyse von Arabidopsis- Peroxisomen ^{[ 38 ]} hat sich als wichtigster unvoreingenommener Ansatz zur großflächigen Identifizierung neuer Peroxisomenproteine ​​etabliert. ^{[ 38 ]}

Es gibt zahlreiche Ansätze zur Charakterisierung des menschlichen Proteoms, das schätzungsweise zwischen 20.000 und 25.000 nicht-redundante Proteine ​​enthält. Die Anzahl einzigartiger Proteinarten dürfte sich aufgrund von RNA-Splicing und Proteolyse um 50.000 bis 500.000 erhöhen. Berücksichtigt man zusätzlich posttranslationale Modifikationen, wird die Gesamtzahl einzigartiger menschlicher Proteine ​​auf einige Millionen geschätzt. ^{[ 39 ] [ 40 ]}

Zudem wurden kürzlich erste vielversprechende Versuche zur Entschlüsselung des Proteoms von Tiertumoren berichtet. ^{[ 41 ]} Diese Methode wurde als funktionelle Methode bei der Proteinprofilierung von Macrobrachium rosenbergii eingesetzt. ^{[ 42 ]}

Die Proteomik hat im letzten Jahrzehnt durch die Entwicklung verschiedener Ansätze stetig an Bedeutung gewonnen. Einige dieser Ansätze sind neu, andere bauen auf traditionellen Methoden auf. Massenspektrometrie-basierte Methoden, Affinitätsproteomik und Mikroarrays zählen zu den gängigsten Technologien für die groß angelegte Untersuchung von Proteinen.

Für die Proteinprofilierung werden derzeit zwei massenspektrometrische Methoden eingesetzt . Die etabliertere und weitverbreitete Methode nutzt die hochauflösende zweidimensionale Gelelektrophorese (2D-Gelelektrophorese), um Proteine ​​aus verschiedenen Proben parallel zu trennen. Anschließend werden differentiell exprimierte Proteine ​​selektiert und angefärbt, um sie mittels Massenspektrometrie zu identifizieren. Trotz der Fortschritte und der etablierten Technologie der 2D-Gelelektrophorese weist auch diese Methode Grenzen auf. Das Hauptproblem besteht darin, dass aufgrund der stark variierenden Expressionsstärke und der unterschiedlichen Eigenschaften nicht alle Proteine ​​einer Probe getrennt werden können. Die Kombination aus Porengröße sowie Ladung, Größe und Form der Proteine ​​kann die Migrationsgeschwindigkeit maßgeblich beeinflussen, was zu weiteren Komplikationen führt. ^{[ 43 ]}

Der zweite quantitative Ansatz verwendet stabile Isotopenmarkierungen, um Proteine ​​aus zwei verschiedenen komplexen Gemischen differenziell zu markieren. ^{[ 44 ] [ 45 ]} Hierbei werden die Proteine ​​eines komplexen Gemisches zunächst isotopenmarkiert und anschließend verdaut, um markierte Peptide zu erhalten. Die markierten Gemische werden dann kombiniert, die Peptide mittels mehrdimensionaler Flüssigkeitschromatographie getrennt und durch Tandem-Massenspektrometrie analysiert. Isotopencodierte Affinitätsmarkierungen (ICAT-Reagenzien) sind die am häufigsten verwendeten Isotopenmarkierungen. Bei dieser Methode werden die Cysteinreste der Proteine ​​kovalent an das ICAT-Reagenz gebunden, wodurch die Komplexität der Gemische reduziert wird, indem die Nicht-Cysteinreste entfernt werden.

Die quantitative Proteomik mittels stabiler Isotopenmarkierung ist ein zunehmend nützliches Werkzeug in der modernen Forschung. Erstens wurden chemische Reaktionen eingesetzt, um Markierungen an spezifischen Stellen oder Proteinen einzuführen und so spezifische Proteinfunktionen zu untersuchen. Die Isolierung phosphorylierter Peptide wurde durch Isotopenmarkierung und selektive chemische Verfahren erreicht, um den Proteinanteil aus einem komplexen Gemisch zu isolieren. Zweitens wurde die ICAT-Technologie verwendet, um zwischen partiell gereinigten oder gereinigten makromolekularen Komplexen wie dem großen Präinitiationskomplex der RNA-Polymerase II und Proteinen, die mit Hefe-Transkriptionsfaktoren komplexiert sind, zu unterscheiden. Drittens wurde die ICAT-Markierung kürzlich mit der Chromatinisolierung kombiniert, um Chromatin-assoziierte Proteine ​​zu identifizieren und zu quantifizieren. Schließlich sind ICAT-Reagenzien nützlich für die proteomische Profilierung zellulärer Organellen und spezifischer Zellfraktionen. ^{[ 43 ]}

Ein weiterer quantitativer Ansatz ist die von Richard D. Smith und Mitarbeitern am Pacific Northwest National Laboratory entwickelte Methode der genauen Massen- und Zeitmarkierung (AMT) . Bei diesem Ansatz werden ein höherer Durchsatz und eine höhere Empfindlichkeit erreicht, indem auf Tandem-Massenspektrometrie verzichtet wird und präzise bestimmte Trennzeitinformationen sowie hochgenaue Massenbestimmungen zur Identifizierung von Peptiden und Proteinen genutzt werden.

Die Affinitätsproteomik nutzt Antikörper oder andere Affinitätsreagenzien (wie Oligonukleotid-basierte Aptamere) als proteinspezifische Detektionssonden. ^{[ 46 ]} Aktuell können mit dieser Methode mehrere tausend Proteine, typischerweise aus Bioflüssigkeiten wie Plasma, Serum oder Liquor cerebrospinalis (CSF), analysiert werden. Ein entscheidender Vorteil dieser Technologie ist die Möglichkeit, Hunderte oder Tausende von Proben innerhalb eines angemessenen Zeitraums (einige Tage oder Wochen) zu analysieren; massenspektrometrische Methoden sind für diesen Probendurchsatz in der Proteomik nicht skalierbar.

Die Verwendung von Protein-Mikroarrays bildet einen Ausgleich zwischen Massenspektrometern in der Proteomik und der Medizin. Ziel von Protein-Mikroarrays ist es, Tausende von Proteinen zur Untersuchung biologischer Proben auf Mikroarrays zu drucken. Antikörper-Arrays sind ein Beispiel dafür: Hierbei werden zahlreiche verschiedene Antikörper angeordnet, um ihre jeweiligen Antigene in einer menschlichen Blutprobe nachzuweisen. Ein anderer Ansatz ist die Anordnung mehrerer Proteintypen zur Untersuchung von Eigenschaften wie Protein-DNA-, Protein-Protein- und Protein-Ligand-Interaktionen. Idealerweise würden die funktionellen Proteomik-Arrays das gesamte Proteinspektrum eines Organismus enthalten. Die erste Version solcher Arrays bestand aus 5000 gereinigten Proteinen aus Hefe, die auf Glasobjektträger aufgebracht wurden. Trotz des Erfolgs des ersten Chips erwies sich die Implementierung von Protein-Arrays als größere Herausforderung. Proteine ​​sind von Natur aus viel schwieriger zu handhaben als DNA. Sie weisen einen großen dynamischen Bereich auf, sind weniger stabil als DNA und ihre Struktur lässt sich auf Glasobjektträgern nur schwer erhalten, obwohl sie für die meisten Assays unerlässlich sind. Die globale ICAT-Technologie bietet gegenüber Protein-Chip-Technologien deutliche Vorteile. ^{[ 43 ]}

Dies ist eine vielversprechende und neuartige Mikroarray-Anwendung für die Diagnose, Erforschung und Behandlung komplexer Erkrankungen wie Krebs. Die Technologie kombiniert Laser-Mikrodissektion (LCM) mit Mikroarray-Technologie zur Herstellung von Protein-Mikroarrays mit umgekehrter Phase. Bei dieser Art von Mikroarrays werden die gesamten Proteine ​​immobilisiert, um verschiedene Krankheitsstadien innerhalb eines Patienten zu erfassen. In Kombination mit LCM können diese Mikroarrays den fluktuierenden Zustand des Proteoms in verschiedenen Zellpopulationen innerhalb eines kleinen Bereichs menschlichen Gewebes überwachen. Dies ist nützlich, um den Status zellulärer Signalmoleküle in einem Gewebequerschnitt zu profilieren, der sowohl normale als auch Krebszellen enthält. Dieser Ansatz eignet sich zur Überwachung des Status wichtiger Faktoren im normalen Prostatagewebe und in invasivem Prostatakrebsgewebe. Anschließend werden diese Gewebe mittels LCM disseziert und Proteinlysate auf Nitrocellulose-Objektträger aufgebracht, die mit spezifischen Antikörpern inkubiert werden. Diese Methode ermöglicht die Verfolgung verschiedenster molekularer Ereignisse und den Vergleich von erkranktem und gesundem Gewebe desselben Patienten, wodurch die Entwicklung von Behandlungsstrategien und die Diagnostik unterstützt werden. Die Möglichkeit, mithilfe von Reverse-Phase-Microarrays in Verbindung mit LCM proteomische Momentaufnahmen benachbarter Zellpopulationen zu gewinnen, bietet über die Tumorforschung hinaus zahlreiche Anwendungsmöglichkeiten. Der Ansatz ermöglicht Einblicke in die normale Physiologie und Pathologie aller Gewebe und ist von unschätzbarem Wert für die Charakterisierung von Entwicklungsprozessen und -anomalien. ^{[ 43 ]}

Jüngste Fortschritte in der bioorthogonalen Chemie haben Anwendungen in der Proteinanalyse aufgezeigt. Die Anwendung organischer Moleküle zur Beobachtung ihrer Reaktion mit Proteinen eröffnet vielfältige Möglichkeiten zur Markierung von Proteinen. Nicht-natürliche Aminosäuren und verschiedene funktionelle Gruppen stellen neue, vielversprechende Technologien in der Proteomik dar.

Spezifische Biomoleküle, die in Zellen oder Geweben metabolisiert werden können, werden in Proteine ​​oder Glykane eingebaut. Das Molekül erhält ein Affinitäts-Tag, das das Protein so modifiziert, dass es nachgewiesen werden kann. Azidohomoalanin (AHA) nutzt dieses Affinitäts-Tag durch Einbau mittels Met-tRNA-Synthetase in Proteine. Dadurch kann AHA dazu beitragen, die Identität neu synthetisierter Proteine, die als Reaktion auf Störungen entstehen, zu bestimmen und von Zellen sezernierte Proteine ​​zu identifizieren. ^{[ 47 ]}

Neuere Studien ^{[ 48 ]} mit Keton- und Aldehydkondensationen zeigen, dass diese sich am besten für die Markierung in vitro oder auf Zelloberflächen eignen . Die Verwendung von Ketonen und Aldehyden als bioorthogonale Reporter ergab jedoch eine langsame Kinetik, was darauf hindeutet, dass für eine effektive Markierung eine hohe Konzentration erforderlich ist.

Bestimmte Proteine ​​lassen sich über ihre Reaktivität gegenüber Azidgruppen nachweisen . Nicht-proteinogene Aminosäuren können Azidgruppen tragen, die in Staudinger-Reaktionen mit Phosphinen reagieren . Diese Reaktion wurde bereits zur Markierung anderer Biomoleküle in lebenden Zellen und Tieren eingesetzt. ^{[ 49 ]}

Das bioorthogonale Feld expandiert und treibt weitere Anwendungen in der Proteomik voran. Es lohnt sich, die Grenzen und Vorteile zu betrachten. Schnelle Reaktionen ermöglichen die Bildung von Biokonjunktionen und die Erzielung hoher Konzentrationen mit geringen Reagenzienmengen. Im Gegensatz dazu erfordern langsame kinetische Reaktionen wie die Aldehyd- und Ketonkondensation zwar hohe Konzentrationen und sind daher unwirtschaftlich.

Ein wichtiges Ergebnis der Erforschung menschlicher Gene und Proteine ​​ist die Identifizierung potenzieller neuer Medikamente zur Behandlung von Krankheiten. Dieser Prozess nutzt Genom- und Proteominformationen , um Proteine ​​zu identifizieren, die mit spezifischen Krankheiten assoziiert sind und anschließend mithilfe computergestützter Verfahren als therapeutische Zielstrukturen bewertet werden können. Ist beispielsweise ein Protein an einer Krankheit beteiligt, kann die Kenntnis seiner dreidimensionalen Struktur die Entwicklung von Medikamenten leiten, die in seine Funktion eingreifen. Ein Molekül, das in das aktive Zentrum eines Enzyms passt, aber nicht freigesetzt werden kann, kann das Enzym effektiv inaktivieren. Dieses Prinzip liegt vielen modernen Strategien der Wirkstoffforschung zugrunde, die darauf abzielen, Verbindungen zu identifizieren, die krankheitsrelevante Proteine ​​modulieren oder hemmen können. Da genetische Unterschiede zwischen Individuen zunehmend besser charakterisiert werden, wird erwartet, dass diese Ansätze die Entwicklung personalisierter Medikamente unterstützen, die auf die Verbesserung der Wirksamkeit für einzelne Patienten zugeschnitten sind. ^{[ 50 ]}

Ein Teilgebiet der Proteomik, die sogenannte Chemoproteomik, bietet eine breite Palette an Werkzeugen und Techniken zur Identifizierung und Charakterisierung der Proteinziele von Arzneimitteln und unterstützt damit die Arzneimittelforschung und -entwicklung. ^{[ 51 ]}

Zellulärer thermischer Verschiebungsassay (CETSA) und Proteomik basierend auf der integralen Solubility-Änderung des Proteoms (PISA) werden in der Wirkstoffforschung häufig als markierungsfreie, massenspektrometriekompatible Methoden eingesetzt. Sie dienen der Quantifizierung der zellulären Zielbindung (Bestätigung der Bindung eines Wirkstoffs an sein Zielmolekül), der Dekonvolution von Wirkstoffzielen (Identifizierung des Protein-Targets von Verbindungen mit unbekanntem Zielmolekül) und der Profilierung von Off-Target-Interaktionen auf Proteomebene. ^{[ 52 ] [ 53 ] [ 54 ] [ 55 ]} CETSA misst medikamenteninduzierte Veränderungen der thermischen Stabilität von Proteinen in intakten Zellen oder Geweben und ermöglicht in Kombination mit der Proteomik die unvoreingenommene Identifizierung und Rangfolge von On- und Off-Targets sowie die Unterstützung phänotypischer Studien zum Wirkmechanismus. ^{[ 52 ] [ 53 ] [ 54 ] [ 55 ]} PISA erweitert die Prinzipien der thermischen Verschiebung durch die Integration von Proteinlöslichkeitsänderungen entlang eines Temperaturgradienten. Dadurch wird der Durchsatz erheblich gesteigert und die Multiplex-Analyse mehrerer Verbindungen, Konzentrationen oder Zeitpunkte ermöglicht. Dieser Ansatz erleichtert die hochauflösende Zielsequenz-Dekonvolution und die vergleichende Profilierung von Wirkmechanismen, einschließlich Anwendungen in Arbeitsabläufen mit geringem Probeninput oder in automatisierten Arbeitsabläufen. ^{[ 56 ] [ 57 ] [ 58 ]}

Die Interaktionsproteomik analysiert Proteininteraktionen von binären Interaktionen bis hin zu Proteom- oder Netzwerk-weiten Analysen. Die meisten Proteine ​​wirken über Protein-Protein-Interaktionen , und ein Ziel der Interaktionsproteomik ist die Identifizierung binärer Proteininteraktionen , Proteinkomplexe und Interaktomen .

Zur Untersuchung von Protein-Protein-Interaktionen stehen verschiedene Methoden zur Verfügung . Während die Hefe -Zwei-Hybrid-Analyse die traditionellste Methode darstellt , ist die Affinitätsreinigung mit anschließender Proteinmassenspektrometrie unter Verwendung markierter Proteinköder eine vielversprechende, neuere Methode ^. Weitere Methoden umfassen die Oberflächenplasmonenresonanz (SPR) ^{[ 59 , 60 ]} , Protein-Microarrays , Dualpolarisationsinterferometrie , Mikrothermophorese , den kinetischen Ausschlussassay sowie experimentelle Methoden wie Phagen-Display und computergestützte Verfahren.

Kenntnisse über Protein-Protein-Interaktionen sind besonders nützlich für das Verständnis biologischer Netzwerke und der Systembiologie , beispielsweise in zellulären Signalwegen und Genregulationsnetzwerken (GRNs), wo auch Kenntnisse über Protein-DNA-Interaktionen aufschlussreich sind. Die proteomweite Analyse von Proteininteraktionen und die Integration dieser Interaktionsmuster in größere biologische Netzwerke sind entscheidend für das Verständnis der Systembiologie . ^{[ 61 ] [ 62 ]}

Die Expressionsproteomik umfasst die Analyse der Proteinexpression in größerem Umfang. Sie hilft, die Hauptproteine ​​in einer bestimmten Probe sowie die in verwandten Proben – beispielsweise in erkranktem und gesundem Gewebe – differentiell exprimierten Proteine ​​zu identifizieren. Findet sich ein Protein ausschließlich in einer erkrankten Probe, kann es ein nützliches Zielmolekül für Medikamente oder ein diagnostischer Marker sein. Proteine ​​mit gleichen oder ähnlichen Expressionsprofilen können auch funktionell verwandt sein. In der Expressionsproteomik werden Technologien wie 2D-PAGE und Massenspektrometrie eingesetzt. ^{[ 63 ]}

Die National Institutes of Health definieren einen Biomarker als „eine objektiv messbare und auswertbare Eigenschaft, die als Indikator für normale biologische Prozesse, pathogene Prozesse oder pharmakologische Reaktionen auf eine therapeutische Intervention dient.“ ^{[ 64 ] [ 65 ]}

Das Verständnis des Proteoms, der Struktur und Funktion jedes einzelnen Proteins sowie der komplexen Protein-Protein-Interaktionen ist entscheidend für die Entwicklung hochwirksamer Diagnoseverfahren und Therapien in der Zukunft. So ist die Proteomik beispielsweise äußerst nützlich für die Identifizierung potenzieller Biomarker (Proteine ​​in Körperflüssigkeiten mit diagnostischem Wert), die Identifizierung bakterieller Antigene, die Ziel der Immunantwort sind, und die Identifizierung möglicher immunhistochemischer Marker für Infektions- oder Tumorerkrankungen. ^{[ 66 ]}

Eine interessante Anwendung der Proteomik ist die Verwendung spezifischer Protein-Biomarker zur Krankheitsdiagnose. Verschiedene Techniken ermöglichen den Nachweis von Proteinen, die während einer bestimmten Erkrankung produziert werden, was eine schnelle Diagnose ermöglicht. Zu diesen Techniken gehören Western Blot , immunhistochemische Färbung , ELISA ( Enzyme-Linked Immunosorbent Assay ) und Massenspektrometrie . ^{[ 41 ] [ 67 ]} Die Sekretomik , ein Teilgebiet der Proteomik, das sezernierte Proteine ​​und Sekretionswege mithilfe proteomischer Ansätze untersucht , hat sich in jüngster Zeit als wichtiges Instrument zur Entdeckung von Krankheitsbiomarkern etabliert. ^{[ 68 ]}

In der Proteogenomik werden proteomische Technologien wie die Massenspektrometrie zur Verbesserung der Genannotationen eingesetzt . Die parallele Analyse von Genom und Proteom erleichtert die Entdeckung posttranslationaler Modifikationen und proteolytischer Ereignisse ^{[ 69 ]} , insbesondere beim Vergleich mehrerer Spezies (vergleichende Proteogenomik) ^{[ 70 ] .}

Die strukturelle Proteomik umfasst die Analyse von Proteinstrukturen im großen Maßstab. Sie vergleicht Proteinstrukturen und trägt zur Identifizierung der Funktionen neu entdeckter Gene bei. Die Strukturanalyse hilft außerdem zu verstehen, wo Medikamente an Proteine ​​binden und wo Proteine ​​miteinander interagieren. Dieses Verständnis wird mithilfe verschiedener Technologien wie Röntgenkristallographie und NMR-Spektroskopie erreicht. ^{[ 63 ]}

Viele Proteomikdaten werden mithilfe von Hochdurchsatztechnologien wie Massenspektrometrie und Microarrays erhoben. Die manuelle Analyse und der Vergleich dieser Daten würden oft Wochen oder Monate dauern. Daher arbeiten Biologen und Chemiker mit Informatikern und Mathematikern zusammen, um Programme und Datenpipelines für die computergestützte Analyse von Proteindaten zu entwickeln. Mithilfe bioinformatischer Techniken können Forscher Daten schneller analysieren und speichern. Eine gute Anlaufstelle für Listen aktueller Programme und Datenbanken ist das Bioinformatik-Ressourcenportal ExPASy . Die Anwendungsgebiete der bioinformatikbasierten Proteomik umfassen Medizin, Krankheitsdiagnostik, Biomarkeridentifizierung und vieles mehr.

Massenspektrometrie und Microarrays liefern zwar Informationen zur Peptidfragmentierung, ermöglichen aber keine Identifizierung spezifischer Proteine ​​in der ursprünglichen Probe. Aufgrund dieser fehlenden spezifischen Proteinidentifizierung waren frühere Forscher gezwungen, die Peptidfragmente selbst zu entschlüsseln. Mittlerweile stehen jedoch Programme zur Proteinidentifizierung zur Verfügung. Diese Programme verarbeiten die aus Massenspektrometrie und Microarrays gewonnenen Peptidsequenzen und liefern Informationen über übereinstimmende oder ähnliche Proteine. Dies geschieht mithilfe von Algorithmen, die im Programm implementiert sind und Alignments mit Proteinen aus bekannten Datenbanken wie UniProt ^{[ 71 ]} und PROSITE ^{[ 72 ]} durchführen , um mit einer gewissen Sicherheit vorherzusagen, welche Proteine ​​in der Probe vorhanden sind.

Die biomolekulare Struktur bestimmt die dreidimensionale Konfiguration des Proteins. Das Verständnis der Proteinstruktur trägt zur Identifizierung von Proteininteraktionen und -funktionen bei. Früher konnte die 3D-Struktur von Proteinen nur mittels Röntgenkristallographie und NMR-Spektroskopie bestimmt werden . Seit 2017 ist die Kryo-Elektronenmikroskopie eine führende Technik, die Schwierigkeiten bei der Kristallisation (in der Röntgenkristallographie) und der Konformationsmehrdeutigkeit (in der NMR) überwindet; die Auflösung betrug 2015 2,2 Å. Dank der Bioinformatik stehen heute Computerprogramme zur Verfügung, die in einigen Fällen die Struktur von Proteinen vorhersagen und modellieren können. Diese Programme nutzen die chemischen Eigenschaften von Aminosäuren und die Strukturmerkmale bekannter Proteine, um das 3D-Modell von Proteinproben vorherzusagen. Dies ermöglicht es Wissenschaftlern auch, Proteininteraktionen in größerem Maßstab zu modellieren. Darüber hinaus entwickeln Biomedizintechniker Methoden, um die Flexibilität von Proteinstrukturen zu berücksichtigen und so Vergleiche und Vorhersagen zu ermöglichen. ^{[ 73 ]}

Die meisten verfügbaren Programme zur Proteinanalyse sind nicht für Proteine ​​mit posttranslationalen Modifikationen ausgelegt . ^{[ 74 ]} Einige Programme akzeptieren posttranslationale Modifikationen zwar zur Unterstützung der Proteinidentifizierung, ignorieren sie aber bei der weiteren Proteinanalyse. Die Berücksichtigung dieser Modifikationen ist wichtig, da sie die Proteinstruktur beeinflussen können. Daher hat die computergestützte Analyse posttranslationaler Modifikationen in der wissenschaftlichen Gemeinschaft an Bedeutung gewonnen. Die derzeitigen Programme zur Analyse posttranslationaler Modifikationen liefern lediglich Vorhersagen. ^{[ 75 ]} Chemiker, Biologen und Informatiker arbeiten gemeinsam an der Entwicklung und Einführung neuer Analysemethoden, die die Untersuchung experimentell identifizierter posttranslationaler Modifikationen hinsichtlich ihrer Auswirkungen auf Proteinstruktur und -funktion ermöglichen.

Ein Beispiel für die Anwendung von Bioinformatik und computergestützten Methoden ist die Untersuchung von Protein-Biomarkern. Computergestützte Vorhersagemodelle ^{[ 76 ]} haben gezeigt, dass während der Schwangerschaft ein umfangreicher und vielfältiger fetomaternaler Proteintransport stattfindet, der sich nicht-invasiv im mütterlichen Vollblut nachweisen lässt. Dieser computergestützte Ansatz umging eine wesentliche Einschränkung der fetalen Proteomanalyse im mütterlichen Blut: die hohe Konzentration mütterlicher Proteine, die den Nachweis fetaler Proteine ​​beeinträchtigt. Mithilfe von Computermodellen können zuvor im mütterlichen Vollblut identifizierte fetale Gentranskripte genutzt werden, um ein umfassendes Proteomnetzwerk des Neugeborenen zu erstellen . Solche Arbeiten zeigen, dass die im Blut der Schwangeren nachgewiesenen fetalen Proteine ​​aus verschiedenen Geweben und Organen des sich entwickelnden Fötus stammen. Die Proteomnetzwerke enthalten zahlreiche Biomarker , die als Indikatoren für die Entwicklung dienen und das klinische Potenzial dieser Technologie zur Überwachung der normalen und abnormalen fetalen Entwicklung verdeutlichen.

Für die Biomarker - Entdeckung wurde ein informationstheoretischer Rahmen eingeführt , der Informationen über Bioflüssigkeiten und Gewebe integriert. ^{[ 77 ]} Dieser neue Ansatz nutzt die funktionelle Synergie zwischen bestimmten Bioflüssigkeiten und Geweben und birgt das Potenzial für klinisch relevante Erkenntnisse, die bei einer getrennten Betrachtung von Geweben und Bioflüssigkeiten nicht möglich wären. Indem Gewebe und Bioflüssigkeit als Informationskanäle konzipiert werden, lassen sich signifikante Bioflüssigkeits-Proxies identifizieren und anschließend für die gezielte Entwicklung klinischer Diagnostika nutzen. Kandidaten-Biomarker werden dann anhand von Kriterien für den Informationstransfer über die Gewebe-Bioflüssigkeits-Kanäle hinweg vorhergesagt. Signifikante Bioflüssigkeits-Gewebe-Beziehungen können zur Priorisierung der klinischen Validierung von Biomarkern verwendet werden. ^{[ 77 ]}

Eine Reihe neuer Konzepte birgt das Potenzial, die aktuellen Möglichkeiten der Proteomik zu verbessern. Die absolute Quantifizierung von Proteinen und die Überwachung posttranslationaler Modifikationen sind zwei zentrale Aufgaben, die das Verständnis der Proteinfunktion in gesunden und kranken Zellen beeinflussen. Darüber hinaus haben der Durchsatz und die Sensitivität proteomischer Assays, oft gemessen an der Anzahl der analysierten Proben pro Tag bzw. der Tiefe der Proteomabdeckung, die Entwicklung modernster Instrumente und Methoden vorangetrieben. ^{[ 78 ]} Bei vielen zellulären Prozessen bleiben die Proteinkonzentrationen konstant; vielmehr wird ihre Funktion durch posttranslationale Modifikationen (PTM) moduliert. Methoden zur Überwachung von PTM sind ein noch wenig erforschtes Gebiet der Proteomik. Die Auswahl einer bestimmten Proteinuntergruppe für die Analyse reduziert die Proteinkomplexität erheblich, was insbesondere bei der Untersuchung von Blut als Ausgangsmaterial von Vorteil ist. Ein weiterer wichtiger, bisher unberücksichtigter Aspekt der Proteomik ist die Fokussierung proteomischer Methoden auf die Untersuchung von Proteinen im Kontext ihrer Umgebung. Der zunehmende Einsatz chemischer Vernetzer, die in lebende Zellen eingebracht werden, um Protein-Protein-, Protein-DNA- und andere Wechselwirkungen zu fixieren, kann dieses Problem teilweise beheben. Die Herausforderung besteht darin, geeignete Methoden zur Erhaltung relevanter Wechselwirkungen zu finden. Ein weiteres Ziel der Proteinforschung ist die Entwicklung ausgefeilterer Methoden zur Echtzeit-Bildgebung von Proteinen und anderen Molekülen in lebenden Zellen. ^{[ 43 ]}

Fortschritte in der quantitativen Proteomik ermöglichen eine deutlich tiefergehende Analyse zellulärer Systeme. ^{[ 61 ] [ 62 ]} Ein weiteres Forschungsfeld ist die Analyse einzelner Zellen ^{[ 79 ] [ 80 ]} sowie die Untersuchung der Proteinkovariation zwischen einzelnen Zellen ^{[ 81 ].} Diese spiegelt biologische Prozesse wie die Bildung von Proteinkomplexen, Immunfunktionen ^{[ 82 ]} , den Zellzyklus und die Prädisposition von Krebszellen für Arzneimittelresistenzen wider ^{[ 83 ].} Biologische Systeme sind vielfältigen Störungen ausgesetzt ( Zellzyklus , Zelldifferenzierung , Karzinogenese , Umwelteinflüsse (biophysikalische Faktoren) usw.). Transkriptionelle und translationelle Reaktionen auf diese Störungen führen zu funktionellen Veränderungen des Proteoms, die mit der Reaktion auf den jeweiligen Stimulus in Zusammenhang stehen. Daher ist die Beschreibung und Quantifizierung von Veränderungen der Proteinhäufigkeit im gesamten Proteom entscheidend für ein ganzheitlicheres Verständnis biologischer Phänomene auf Ebene des Gesamtsystems. Proteomik kann somit als komplementär zu Genomik , Transkriptomik , Epigenomik , Metabolomik und anderen Omics- Ansätzen in integrativen Analysen betrachtet werden, die eine umfassendere Definition biologischer Phänotypen anstreben . Beispielsweise liefert der Cancer Proteome Atlas quantitative Proteinexpressionsdaten für etwa 200 Proteine ​​in über 4.000 Tumorproben mit entsprechenden Transkriptom- und Genomdaten aus dem Cancer Genome Atlas . ^{[ 84 ]} Ähnliche Datensätze in anderen Zelltypen, Gewebetypen und Spezies, insbesondere mithilfe der Deep Shotgun Massenspektrometrie, stellen eine immens wichtige Ressource für die Forschung in Bereichen wie Krebsbiologie , Entwicklungs- und Stammzellbiologie , Medizin und Evolutionsbiologie dar .

Die Charakterisierung des menschlichen Plasmaproteoms ist zu einem Hauptziel der Proteomik geworden, stellt aber gleichzeitig das anspruchsvollste Proteom aller menschlichen Gewebe dar. ^{[ 85 ]} Es enthält neben residenten, hämostatischen Proteinen auch Immunglobuline, Zytokine, Proteinhormone und sezernierte Proteine, die auf Infektionen hinweisen. Hinzu kommen Proteine, die durch die Blutzirkulation durch die verschiedenen Gewebe des Körpers in das Gewebe gelangen. Das Blut enthält somit Informationen über den physiologischen Zustand aller Gewebe und ist aufgrund seiner leichten Zugänglichkeit für medizinische Zwecke von unschätzbarem Wert. Die Charakterisierung des Blutplasmaproteoms gilt als eine gewaltige Herausforderung.

Die Tiefe des Plasmaproteoms umfasst einen dynamischen Bereich von mehr als 10^¹⁰ zwischen dem am häufigsten vorkommenden Protein (Albumin) und dem am seltensten vorkommenden (einige Zytokine) und gilt als eine der größten Herausforderungen der Proteomik. ^{[ 86 ]} Zeitliche und räumliche Dynamiken erschweren die Untersuchung des menschlichen Plasmaproteoms zusätzlich. Der Umsatz einiger Proteine ​​ist deutlich schneller als der anderer, und der Proteingehalt einer Arterie kann sich erheblich von dem einer Vene unterscheiden. All diese Unterschiede lassen selbst die einfachste proteomische Aufgabe der Katalogisierung des Proteoms unerreichbar erscheinen. Um dieses Problem anzugehen, müssen Prioritäten gesetzt werden. Die Erfassung der aussagekräftigsten Proteinuntergruppe aus dem gesamten Proteom zur Entwicklung eines diagnostischen Werkzeugs ist eine solche Priorität. Da Krebs mit einer erhöhten Glykosylierung von Proteinen einhergeht, sind Methoden, die sich auf diesen Teil der Proteine ​​konzentrieren, ebenfalls nützlich. Auch hier gilt: Die Multiparameteranalyse deckt den pathologischen Zustand am besten auf. Mit der Verbesserung dieser Technologien sollten die Krankheitsprofile kontinuierlich mit den jeweiligen Genexpressionsänderungen in Beziehung gesetzt werden. ^{[ 43 ]} Aufgrund der oben genannten Probleme blieb die Plasmaproteomik eine Herausforderung. Technologische Fortschritte und kontinuierliche Weiterentwicklungen scheinen jedoch zu einer Renaissance der Plasmaproteomik zu führen, wie kürzlich die Technologie des Plasmaproteom-Profilings gezeigt hat. ^{[ 87 ]} Mithilfe solcher Technologien konnten Forscher Entzündungsprozesse bei Mäusen untersuchen, die Vererbbarkeit von Plasmaproteomen erforschen und die Auswirkungen häufiger Lebensstiländerungen wie Gewichtsverlust auf das Plasmaproteom aufzeigen. ^{[ 88 ] [ 89 ] [ 90 ]}

Zahlreiche Fachzeitschriften widmen sich der Proteomik und verwandten Gebieten. Zeitschriften, die sich mit Proteinen befassen , konzentrieren sich in der Regel stärker auf Struktur und Funktion, während Proteomik- Fachzeitschriften den Fokus auf die umfassende Analyse ganzer Proteome oder zumindest großer Proteinmengen legen. Einige relevante Proteomik-Fachzeitschriften sind unten (mit ihren Verlagen) aufgeführt.

• Molekulare und zelluläre Proteomik ( ASBMB )
• Journal of Proteome Research ( ACS )
• Journal of Proteomics ( Elsevier )
• Proteomics ( Wiley )

• Europäisches Bioinformatik-Institut
• Niederländisches Proteomikzentrum (NPC)